Occlusione dell'arteria cerebrale media

L’ischemia cerebrale è indotta mediante l’occlusione dell’arteria cerebrale media (MCAo) usando la tecnica, relativamente non-invasiva, del filamento intraluminale, come descritto da Longa et al. (1989) con piccole modifiche. I topi (23-26 g) o i ratti (280-320 g) sono anestetizzati con isoflurano al 5% in aria durante la fase di induzione, poi mantenuto alla minima concentrazione efficace (1,5-2%) durante la procedura chirurgica. La temperatura corporea è misurata con una sonda rettale e mantenuta a 37°C mediante l’uso di un tappetino riscaldato. Con l’ausilio di uno stereomicroscopio, le arterie carotidi interna ed esterna destre sono esposte attraverso un’incisione a livello del collo. L’arteria carotide esterna è recisa ad una distanza di circa 2 mm dalla biforcazione dell’arteria carotide comune e legata lassamente in prossimità della biforcazione con un filo di seta per sutura. Un filamento di nylon ricoperto di silicone (diametro: 0,37 mm per i ratti e 0,23 mm per i topi, Doccol Corporation, Redlands, CA, USA) viene, quindi, inserito nella carotide esterna e fatto avanzare lentamente nella carotide interna (11 mm nei topi e 18 mm nei ratti dalla biforcazione carotidea), fino ad incontrare una leggera resistenza, indicativa dell’avvenuta occlusione all’origine dell’arteria cerebrale media in corrispondenza del circolo di Willis.

Il filo di seta viene tirato per stringere il nodo attorno al filamento al fine di prevenire il sanguinamento. Per dar luogo alla riperfusione, il filamento è rimosso 30 minuti (topi) o 2 ore (ratti) dopo l’MCAo. Dopo aver richiuso la ferita con punti metallici, la somministrazione dell’anestetico è interrotta per consentire il risveglio degli animali, che sono poi trasferiti nelle gabbie con libero accesso a cibo e acqua. Gli animali sham sono sottoposti alla stessa procedura chirurgica senza occlusione della MCA.

Monitoraggio del flusso ematico cerebrale

Durante la chirurgia il flusso ematico cerebrale (CBF) è costantemente monitorato a livello della corteccia cerebrale parietale, corrispondente al territorio irrorato dall’arteria cerebrale media, tramite un Laser-Doppler (Periflux System 5000, Perimed, Stockholm, Sweden).

Una sonda flessibile a fibre ottiche è incollata sull’osso parietale e il flusso ematico regionale è monitorato a partire da 20 minuti prima dell’inizio dell’ischemia, fino a 10 minuti dopo la riperfusione nei topi e fino a 10 minuti dopo l’occlusione nei ratti.

Perfusione intracardiaca

Gli animali sono perfusi attraverso il cuore prima con soluzione salina e poi con un fissativo per la preparazione del tessuto cerebrale destinato alle diverse procedure sperimentali (immunofluorescenze, tecnica dell’evans blue, ecc.). Gli animali sono anestetizzati con isoflurano al 4% in aria prima dell’apertura della cavità toracica. A tal fine viene effettuata un’incisione sotto lo sterno e si taglia la pelle per esporre il diaframma e la cassa toracica. Quest’ultima è aperta su entrambi i lati per permettere al tessuto di essere retratto e per consentire l’accesso al cuore ancora pulsante. Un grosso ago è inserito nel ventricolo sinistro e fatto avanzare nell’aorta; dopo aver fissato l’ago l’atrio destro è tagliato per permettere il drenaggio del sangue dal cuore. Con l’ausilio di una pompa peristaltica una soluzione salina eparinizzata (20-25 ml per i topi, 200-250 ml per i ratti; eparina 4000U/ml) è immessa in circolo per eliminare tutto il sangue dai tessuti. Negli esperimenti in cui è richiesta la fissazione del tessuto cerebrale (es. immunofluorescenza), un determinato volume (200 ml nel ratto, 20 ml nel topo) di paraformaldeide al 4% è pompato attraverso la circolazione sistemica.

Neuropatologia e quantificazione del danno ischemico

Per la quantificazione del danno ischemico gli animali sono sacrificati a specifici tempi dopo l’induzione dell’ischemia e i cervelli sono rapidamente prelevati e congelati.

Nei ratti, il volume di infarto cerebrale è valutato mediante la colorazione delle fettine cerebrali con 2,3,5-trifeniltetrazolio cloruro (TTC).

Il TTC è utilizzato da più di 50 anni per l’identificazione delle aree di danno tissutale ischemico. Si tratta di un sale solubile in acqua che nel tessuto cerebrale in condizioni normali viene ridotto dalla succinato deidrogenasi mitocondriale in formazano, un composto insolubile di colore rosso. Nel tessuto ischemico, questi sistemi enzimatici mitocondriali risultano compromessi e, di conseguenza, le aree infartuate non si colorano.

I cervelli sono tagliati in 8 sezioni coronali consecutive (Osborne et al., 1987), ad intervalli di 2 mm dal lobo frontale utilizzando un calco per il cervello di ratto (Harvard Apparatus, Massachusetts, USA). Le fettine sono incubate in una soluzione di TTC al 2% in salina, per 15 minuti a 37°C. Le sezioni cerebrali sono quindi rimosse dalla soluzione e fissate con paraformaldeide al 4%.

L’impiego di sali di tetrazolio come indicatori di enzimi respiratori mitocondriali è considerato un metodo riproducibile nella valutazione del danno ischemico nell’intervallo compreso tra 2,5 e 36 ore dopo l’induzione dell’ischemia. A tempi più tardivi l’intensa attivazione microgliale e l’infiltrazione dei leucociti, in cui i mitocondri sono perfettamente funzionali, potrebbero mascherare la presenza di un infarto tissutale (Liszczak et al., 1984). Pertanto, per valutare il volume di infarto 2, 3 o 7 giorni dopo l’MCAo, i cervelli sono prelevati e immediatamente congelati in isopentano a -20 °C. I cervelli vengono successivamente tagliati al criostato per ottenere sezioni coronali di 20 µm a intervalli di 2 mm (per i ratti) o di 0,5 mm (per i topi) dal bulbo olfattorio fino al cervelletto. Le sezioni sono montate su vetrini Superfrost-plus e colorate con cresil violetto. A tal fine, i vetrini vengono immersi in etanolo assoluto a -80°C per 15 minuti e successivamente in soluzioni acquose di etanolo al 100, 90, 70, 50%, ciascuno per un minuto e alla fine in acqua distillata per un minuto.

Le sezioni sono quindi immerse in una soluzione allo 0,5% (in tampone acetato 0,1M) di cresil violetto (C1791, Sigma-Aldrich, Milano) per 10 minuti e successivamente lavate in acqua distillata. Le immagini delle sezioni colorate con TTC o con cresil violetto sono digitalizzate mediante uno scanner e analizzate utilizzando un software per le analisi di immagini (ImageJ).

Il volume di infarto (mm3) è calcolato sommando le aree ischemiche su ciascuna fettina (aree di colore bianco) e moltiplicando per lo spessore tra due fettine. Il volume dell’edema è calcolato sottraendo dal volume dell’emisfero ischemico quello dell’emisfero controlaterale (non ischemico).

 

Valutazione del deficit neurologico

Al fine di valutare la variazione dello stato neurocomportamentale dei topi e dei ratti sottoposti a occlusione dell’arteria cerebrale media viene utilizzato il metodo(modificato) di Bederson. La scala originale a 4 punti sviluppata da Bederson et al. (1986b) è stata modificata ed ampliata fino a 6 punti (Tabella 3-1 ) assegnando agli animali un valore “score” da 0 a 5 correlato alla severità del danno cerebrale indotto da MCAo.